Добро пожаловать на наши сайты!

Влияние морской биопленки Pseudomonas aeruginosa на микробную коррозию супердуплексной нержавеющей стали 2707

Благодарим вас за посещение Nature.com.Вы используете версию браузера с ограниченной поддержкой CSS.Для оптимальной работы мы рекомендуем вам использовать обновленный браузер (или отключить режим совместимости в Internet Explorer).Кроме того, для обеспечения постоянной поддержки мы показываем сайт без стилей и JavaScript.
Отображает карусель из трех слайдов одновременно.Используйте кнопки «Предыдущий» и «Далее» для перемещения по трем слайдам одновременно или используйте кнопки ползунка в конце для перемещения по трем слайдам одновременно.
Микробная коррозия (МИК) является серьезной проблемой во многих отраслях промышленности, поскольку может привести к огромным экономическим потерям.Супердуплексная нержавеющая сталь 2707 (2707 HDSS) используется в морской среде благодаря своей превосходной химической стойкости.Однако его устойчивость к MIC экспериментально не продемонстрирована.В этом исследовании изучалось поведение HDSS MIC 2707, вызванного морской аэробной бактерией Pseudomonas aeruginosa.Электрохимический анализ показал, что в присутствии биопленки Pseudomonas aeruginosa в среде 2216Е происходит положительное изменение коррозионного потенциала и увеличение плотности тока коррозии.Результаты рентгеновской фотоэлектронной спектроскопии (РФЭС) показали снижение содержания Cr на поверхности образца под биопленкой.Анализ изображений ямок показал, что биопленки Pseudomonas aeruginosa образовывали максимальную глубину ямок 0,69 мкм после 14 дней культивирования.Хотя это и незначительно, это предполагает, что 2707 HDSS не полностью невосприимчивы к воздействию биопленок P. aeruginosa на МПК.
Дуплексная нержавеющая сталь (DSS) широко используется в различных отраслях промышленности благодаря идеальному сочетанию отличных механических свойств и коррозионной стойкости1,2.Однако локальная питтинговая коррозия все же может возникнуть, что может повлиять на целостность этой стали 3, 4 .DSS не защищен от микробной коррозии (MIC)5,6.Хотя диапазон применения DSS очень широк, все еще существуют среды, в которых коррозионная стойкость DSS недостаточна для длительного использования.Это означает, что требуются более дорогие материалы с более высокой коррозионной стойкостью.Джеон и др.7 обнаружили, что даже супердуплексная нержавеющая сталь (SDSS) имеет некоторые ограничения с точки зрения коррозионной стойкости.Поэтому в определенных областях применения существует потребность в супердуплексных нержавеющих сталях (HDSS) с более высокой коррозионной стойкостью.Это привело к разработке высоколегированных HDSS.
Коррозионная стойкость DSS определяется соотношением α-фазы и γ-фазы и площадями, обедненными Cr, Mo и W, прилегающими к вторичным фазам8,9,10.HDSS содержит высокое содержание Cr, Mo и N11, что придает ему отличную коррозионную стойкость и высокое значение (45-50) эквивалентного значения стойкости к точечной коррозии (PREN), которое определяется массовым % Cr + 3,3 (мас. % Mo + 0,5 мас. % W) + 16 мас. %.№12.Его превосходная коррозионная стойкость зависит от сбалансированного состава, содержащего примерно 50% ферритной (α) и 50% аустенитной (γ) фаз.HDSS имеет улучшенные механические свойства и более высокую устойчивость к хлору по сравнению с обычным DSS13.Характеристики химической коррозии.Улучшенная коррозионная стойкость расширяет возможности использования HDSS в более агрессивных хлоридных средах, например в морской среде.
ОПК является серьезной проблемой во многих отраслях, включая нефтегазовую и водоснабжение14.На долю MIC приходится 20% всех коррозионных повреждений15.MIC – это биоэлектрохимическая коррозия, которую можно наблюдать во многих средах16.Образование биопленок на металлических поверхностях изменяет электрохимические условия и тем самым влияет на процесс коррозии.Принято считать, что причиной коррозии MIC являются биопленки14.Электрогенные микроорганизмы поедают металлы, чтобы получить энергию для выживания17.Недавние исследования МИК показали, что ЭЭТ (внеклеточный перенос электронов) является ограничивающим фактором для МПК, индуцированной электрогенными микроорганизмами.Чжан и др.18 продемонстрировали, что электронные медиаторы ускоряют перенос электронов между сидячими клетками Desulfovibrio vulgaris и нержавеющей сталью 304, что приводит к более серьезной атаке MIC.Эннинг и др.19 и Венцлафф и др.20 показали, что биопленки агрессивных сульфатредуцирующих бактерий (SRB) могут поглощать электроны непосредственно из металлических подложек, что приводит к серьезному образованию язв.
Известно, что DSS чувствителен к МИК в средах, содержащих SRB, железоредуцирующие бактерии (IRB) и т.д. 21 .Эти бактерии вызывают локализованные питтинги на поверхности DSS под биопленкой22,23.В отличие от DSS, о MIC HDSS24 мало что известно.
Pseudomonas aeruginosa – грамотрицательная подвижная палочковидная бактерия, широко распространенная в природе25.Pseudomonas aeruginosa также является основной микробиотой, ответственной за МИК стали в морской среде26.Виды Pseudomonas непосредственно участвуют в коррозионных процессах и признаны первыми колонизаторами при формировании биопленок27.Махат и др.28 и Юань и др.29 продемонстрировали, что Pseudomonas aeruginosa имеет тенденцию увеличивать скорость коррозии мягкой стали и сплавов в водной среде.
Основная цель данной работы — изучение МИК-свойств 2707 HDSS, вызываемого морской аэробной бактерией Pseudomonas aeruginosa, с использованием электрохимических методов, методов поверхностного анализа и анализа продуктов коррозии.Для изучения поведения MIC 2707 HDSS были проведены электрохимические исследования, включая потенциал разомкнутой цепи (OCP), сопротивление линейной поляризации (LPR), электрохимическую импедансную спектроскопию (EIS) и динамическую потенциальную поляризацию.Анализ энергодисперсионной спектроскопии (ЭДС) проводится для обнаружения химических элементов на корродированных поверхностях.Кроме того, методом рентгеновской фотоэлектронной спектроскопии (РФЭС) была определена устойчивость пассивации оксидной пленки под воздействием морской среды, содержащей Pseudomonas aeruginosa.Глубину ямок измеряли под конфокальным лазерным сканирующим микроскопом (CLSM).
В таблице 1 показан химический состав 2707 HDSS.В таблице 2 показано, что 2707 HDSS имеет превосходные механические свойства с пределом текучести 650 МПа.На рис.1 показана оптическая микроструктура термообработанного в растворе 2707 HDSS.В микроструктуре, содержащей примерно 50% аустенитной и 50% ферритной фаз, можно увидеть удлиненные полосы аустенитной и ферритной фаз без вторичных фаз.
На рис.2а показана зависимость потенциала разомкнутой цепи (Eocp) от времени воздействия для 2707 HDSS в абиотической среде 2216E и бульоне Pseudomonas aeruginosa в течение 14 дней при 37°C.Установлено, что наиболее выраженные изменения ЭОКП происходили в течение первых 24 часов.Значения Eocp в обоих случаях достигли пика около -145 мВ (по сравнению с SCE) примерно через 16 часов, а затем резко упали до -477 мВ (по сравнению с SCE) и -236 мВ (по сравнению с SCE) для небиологических образцов и P для относительных SCE) листья патины соответственно.Через 24 часа значение Eocp HDSS Pseudomonas aeruginosa 2707 оставалось относительно стабильным на уровне -228 мВ (по сравнению с SCE), тогда как соответствующее значение для небиологического образца составляло примерно -442 мВ (по сравнению с SCE).Eocp в присутствии Pseudomonas aeruginosa был достаточно низким.
Электрохимическое исследование 2707 образцов HDSS в абиотической среде и бульоне Pseudomonas aeruginosa при 37°C:
(а) Изменение Eocp в зависимости от времени воздействия, (б) поляризационная кривая на 14-й день, (в) изменение Rp в зависимости от времени воздействия, (г) изменение корр со временем воздействия.
В таблице 3 показаны параметры электрохимической коррозии 2707 образцов HDSS, подвергшихся воздействию абиотической среды и среды, инокулированной P. aeruginosa, в течение 14 дней.Тангенциальная экстраполяция анодных и катодных кривых к точке пересечения позволила определить плотность тока коррозии (icorr), коррозионный потенциал (Ecorr) и наклон Тафеля (βα и βc) в соответствии со стандартными методами30,31.
Как показано на рисунке 2b, сдвиг кривой P. aeruginosa вверх привел к увеличению Ecorr по сравнению с абиотической кривой.Значение icorr образца, содержащего Pseudomonas aeruginosa, пропорциональное скорости коррозии, увеличилось до 0,328 мкА см-2, что в четыре раза больше, чем у небиологического образца (0,087 мкА см-2).
ЛПР – классический электрохимический метод неразрушающего экспресс-анализа коррозии.Он также использовался для изучения MIC32.На рис.2в показано изменение поляризационного сопротивления (Rp) в зависимости от времени экспозиции.Более высокое значение Rp означает меньшую коррозию.В течение первых 24 часов пик Rp 2707 HDSS достигал 1955 кОм см2 для небиологических образцов и 1429 кОм см2 для образцов Pseudomonas aeruginosa.Рисунок 2c также показывает, что значение Rp быстро уменьшалось через один день, а затем оставалось относительно неизменным в течение следующих 13 дней.Значение Rp для испытуемого образца Pseudomonas aeruginosa составляет около 40 кОм см2, что значительно ниже значения 450 кОм см2 для небиологического образца.
Значение icorr пропорционально равномерной скорости коррозии.Его значение можно рассчитать по следующему уравнению Штерна-Гири:
По данным Зои и др.33, наклон Тафеля B в данной работе был принят за типичное значение 26 мВ/декабрь.На рис.2г видно, что icorr абиотического штамма 2707 оставался относительно стабильным, тогда как icorr полосы Pseudomonas aeruginosa сильно колебался с большим скачком после первых 24 часов.Значение icorr тест-образца Pseudomonas aeruginosa было на порядок выше, чем у небиологического контроля.Эта тенденция согласуется с результатами поляризационного сопротивления.
EIS — еще один неразрушающий метод, используемый для характеристики электрохимических реакций на границе коррозии34.Спектры импеданса и расчеты емкости полосок, подвергшихся воздействию абиотических сред и растворов Pseudomonas aeruginosa, Rb – сопротивление пассивной/биопленки, образующейся на поверхности полоски, Rct – сопротивление переносу заряда, Cdl – двойной электрический слой.) и параметры элемента постоянной фазы (CPE) QCPE.Эти параметры были дополнительно проанализированы путем сравнения данных с моделью эквивалентной электрической цепи (EEC).
На рис.3 показаны типичные графики Найквиста (а и б) и графики Боде (а' и б') для 2707 образцов HDSS в абиотической среде и бульоне Pseudomonas aeruginosa при различных временах инкубации.При наличии Pseudomonas aeruginosa диаметр петли Найквиста уменьшается.График Боде (рис. 3б') показывает увеличение общего импеданса.Информацию о постоянной времени релаксации можно получить из фазовых максимумов.На рис.4 показаны физические структуры и соответствующие ЭЭК на основе однослойного (а) и двухслойного (б).CPE введено в модель EEC.Его адмиттанс и импеданс выражаются следующим образом:
Две физические модели и соответствующие эквивалентные схемы для подбора спектра импеданса купона 2707 HDSS:
Где Y0 — величина CPE, j — мнимое число или (−1)1/2, ω — угловая частота, а n — коэффициент мощности CPE менее единицы35.Инверсия сопротивления переносу заряда (т.е. 1/Rct) соответствует скорости коррозии.Более низкое значение Rct означает более высокую скорость коррозии27.После 14 дней инкубации Rct тест-образца Pseudomonas aeruginosa достигала 32 кОм см2, что значительно меньше, чем 489 кОм см2 небиологического тест-образца (табл. 4).
Изображения CLSM и изображения SEM на рис.5 ясно видно, что покрытие биопленкой на поверхности образца HDSS 2707 стало очень плотным через 7 дней.Однако через 14 дней биопленка стала редкой и появилось некоторое количество мертвых клеток.В таблице 5 показана толщина биопленки 2707 образцов HDSS после 7 и 14 дней воздействия Pseudomonas aeruginosa.Максимальная толщина биопленки изменилась с 23,4 мкм через 7 дней до 18,9 мкм через 14 дней.Средняя толщина биопленки также подтвердила эту тенденцию.Она снизилась с 22,2 ± 0,7 мкм через 7 дней до 17,8 ± 1,0 мкм через 14 дней.
(а) 3-D изображение CLSM через 7 дней, (b) 3-D изображение CLSM через 14 дней, (c) СЭМ-изображение через 7 дней и (d) СЭМ-изображение через 14 дней.
ЭМП выявило химические элементы в биопленке и продуктах коррозии на образцах, подвергшихся воздействию Pseudomonas aeruginosa в течение 14 дней.На рис.Из рисунка 6 видно, что содержание C, N, O, P в биопленке и продуктах коррозии значительно выше, чем в чистом металле, поскольку эти элементы связаны с биопленкой и ее метаболитами.Микроорганизмам необходимы лишь следовые количества Cr и Fe.Высокое содержание Cr и Fe в биопленке и продукты коррозии на поверхности образца свидетельствуют о потере элементов металлической матрицы в результате коррозии.
Через 14 дней в среде 2216E наблюдались ямки с P. aeruginosa и без них.До инкубации поверхность образцов была гладкой и без дефектов (рис. 7а).После инкубации и удаления биопленки и продуктов коррозии самые глубокие ямки на поверхности образца исследовались с помощью CLSM, как показано на рис. 7б и в.На поверхности небиологического контроля не было обнаружено явных питтингов (максимальная глубина питтинга 0,02 мкм).Максимальная глубина ямок, вызванных Pseudomonas aeruginosa, составила 0,52 мкм через 7 дней и 0,69 мкм через 14 дней, исходя из средней максимальной глубины ямок из 3 образцов (для каждого образца было выбрано 10 максимальных глубин ямок) и достигла 0,42 ± 0,12 мкм. .и 0,52 ± 0,15 мкм соответственно (табл. 5).Эти значения глубины ямочки небольшие, но важные.
(а) до воздействия;(б) 14 дней в абиотической среде;(в) 14 дней в бульоне P. aeruginosa.
На рис.В Таблице 8 показаны РФЭС-спектры различных поверхностей образцов, а химический анализ каждой поверхности суммирован в Таблице 6. В Таблице 6 атомные проценты Fe и Cr были намного ниже в присутствии P. aeruginosa (образцы A и B). ), чем в небиологических контрольных полосках.(образцы C и D).Для образца Pseudomonas aeruginosa спектральная кривая основного уровня Cr 2p была аппроксимирована четырьмя пиковыми компонентами с энергиями связи (BE) 574,4, 576,6, 578,3 и 586,8 эВ, которые были отнесены к Cr, Cr2O3, CrO3 и Cr(OH). 3 соответственно (рис. 9а и б).Для небиологических образцов спектры остовного уровня Cr 2p на рис.9в и г содержат два основных пика Cr (BE 573,80 эВ) и Cr2O3 (BE 575,90 эВ) соответственно.Наиболее разительным отличием абиотического купона от купона P. aeruginosa было наличие Cr6+ и относительно высокой доли Cr(OH)3 (BE 586,8 эВ) под биопленкой.
Широкоповерхностные РФЭС-спектры 2707 образцов HDSS в двух средах за 7 и 14 дней соответственно.
(a) 7-дневное воздействие P. aeruginosa, (b) 14-дневное воздействие P. aeruginosa, (c) 7-дневное абиотическое воздействие, (d) 14-дневное абиотическое воздействие.
HDSS демонстрирует высокий уровень коррозионной стойкости в большинстве сред.Ким и др.2 сообщили, что HDSS UNS S32707 был идентифицирован как высоколегированный DSS с PREN более 45. Значение PREN образца HDSS 2707 в этой работе составило 49. Это связано с высоким содержанием Cr и высокими уровнями Mo и Ni, которые полезны в кислых средах и средах с высоким содержанием хлоридов.Кроме того, сбалансированный состав и бездефектная микроструктура обеспечивают структурную стабильность и коррозионную стойкость.Несмотря на превосходную химическую устойчивость, экспериментальные данные в этой работе показывают, что 2707 HDSS не является полностью невосприимчивым к МИК биопленки Pseudomonas aeruginosa.
Электрохимические результаты показали, что скорость коррозии 2707 HDSS в бульоне Pseudomonas aeruginosa значительно увеличилась через 14 дней по сравнению с небиологической средой.На рисунке 2а снижение Eocp наблюдалось как в абиотической среде, так и в бульоне P. aeruginosa в течение первых 24 часов.После этого биопленка перестает покрывать поверхность образца и Eocp становится относительно стабильным.Однако биотический уровень Eocp был намного выше, чем абиотический уровень Eocp.Есть основания полагать, что эта разница связана с образованием биопленок P. aeruginosa.На рис.2ж, значение icorr 2707 HDSS достигало 0,627 мкА см-2 в присутствии Pseudomonas aeruginosa, что на порядок выше, чем у небиологического контроля (0,063 мкА см-2), что согласуется с Rct. значение, измеренное EIS.В течение первых нескольких дней значения импеданса в бульоне P. aeruginosa увеличивались из-за прикрепления клеток P. aeruginosa и образования биопленок.Однако импеданс уменьшается, когда биопленка полностью покрывает поверхность образца.Защитный слой подвергается атаке в первую очередь за счет образования биопленки и метаболитов биопленки.Поэтому коррозионная стойкость со временем снижается, а отложения Pseudomonas aeruginosa вызывают локальную коррозию.Тенденции в абиотических средах различны.Коррозионная стойкость небиологического контроля была значительно выше соответствующего значения образцов, подвергнутых воздействию бульона Pseudomonas aeruginosa.Кроме того, для абиотических образцов значение HDSS Rct 2707 достигало 489 кОм см2 на 14-е сутки, что в 15 раз выше, чем в присутствии Pseudomonas aeruginosa (32 кОм см2).Таким образом, 2707 HDSS обладает превосходной коррозионной стойкостью в стерильной среде, но не защищен от воздействия MIC со стороны биопленки Pseudomonas aeruginosa.
Эти результаты можно наблюдать и из поляризационных кривых на рис.2б.Анодное разветвление связано с образованием биопленок Pseudomonas aeruginosa и реакциями окисления металлов.При этом катодная реакция представляет собой восстановление кислорода.Присутствие P. aeruginosa существенно повышало плотность тока коррозии, которая была примерно на порядок выше, чем в абиотическом контроле.Это указывало на то, что биопленка Pseudomonas aeruginosa усиливает локализованную коррозию 2707 HDSS.Юань и др.29 обнаружили, что плотность тока коррозии сплава Cu-Ni 70/30 увеличивается за счет биопленки Pseudomonas aeruginosa.Это может быть связано с биокатализом восстановления кислорода биопленкой Pseudomonas aeruginosa.Это наблюдение может также объяснить HDSS MIC 2707 в этой работе.Аэробные биопленки также могут снижать содержание кислорода под ними.Таким образом, отказ от репассивации поверхности металла кислородом может быть фактором, способствующим МИК в данной работе.
Дикинсон и др.38 предположили, что скорость химических и электрохимических реакций напрямую зависит от метаболической активности бактерий, прикрепленных к поверхности образца, и от природы продуктов коррозии.Как показано на рисунке 5 и в таблице 5, количество клеток и толщина биопленки уменьшились через 14 дней.Это можно разумно объяснить тем, что через 14 дней большинство закрепившихся клеток на поверхности 2707 HDSS погибло из-за истощения питательных веществ в среде 2216E или высвобождения токсичных ионов металлов из матрицы 2707 HDSS.Это ограничение пакетных экспериментов.
В данной работе биопленка Pseudomonas aeruginosa способствовала локальному истощению Cr и Fe под биопленкой на поверхности 2707 HDSS (рис. 6).В Таблице 6 содержание Fe и Cr уменьшилось в образце D по сравнению с образцом C, что указывает на то, что растворение Fe и Cr, вызванное биопленкой P. aeruginosa, сохранялось после первых 7 дней.Среда 2216E используется для моделирования морской среды.Он содержит 17700 ppm Cl-, что сопоставимо с его содержанием в природной морской воде.Присутствие 17700 ppm Cl- было основной причиной снижения Cr в 7-дневных и 14-дневных небиологических пробах, проанализированных методом РФЭС.По сравнению с тестовым образцом Pseudomonas aeruginosa растворение Cr в абиотическом тестовом образце значительно меньше из-за сильной устойчивости 2707 HDSS к хлору в абиотической среде.На рис.9 показано присутствие Cr6+ в пассивирующей пленке.Это может быть связано с удалением Cr со стальных поверхностей биопленками P. aeruginosa, как предположили Чен и Клейтон39.
В связи с ростом бактерий значения pH среды до и после инкубации составляли 7,4 и 8,2 соответственно.Таким образом, коррозия органических кислот вряд ли будет способствовать этой работе под биопленками P. aeruginosa из-за относительно высокого pH объемной среды.pH небиологической контрольной среды существенно не изменился (от начального 7,4 до конечного 7,5) в течение 14-дневного периода испытаний.Увеличение pH инокулятивной среды после инкубации было связано с метаболической активностью Pseudomonas aeruginosa, такое же влияние на pH было обнаружено и в отсутствие тест-полоски.
Как показано на рис.7, максимальная глубина ямок, вызванных биопленкой Pseudomonas aeruginosa, составила 0,69 мкм, что значительно больше, чем в абиотической среде (0,02 мкм).Это согласуется с приведенными выше электрохимическими данными.В тех же условиях глубина ямки 0,69 мкм более чем в десять раз меньше значения 9,5 мкм, указанного для 2205 DSS40.Эти данные показывают, что 2707 HDSS проявляет лучшую устойчивость к MIC, чем 2205 DSS.Это неудивительно, поскольку HDSS 2707 имеет более высокий уровень Cr, что обеспечивает более длительную пассивацию, затрудняет депассивацию Pseudomonas aeruginosa и запускает процесс без вредного вторичного осаждения.
В заключение, питтинг MIC был обнаружен на 2707 поверхностях HDSS в бульоне Pseudomonas aeruginosa, тогда как питтинг был незначительным в абиотической среде.Эта работа показывает, что 2707 HDSS обладает большей устойчивостью к MIC, чем 2205 DSS, но он не полностью невосприимчив к MIC из-за биопленки Pseudomonas aeruginosa.Эти результаты помогают в выборе подходящих нержавеющих сталей и обеспечении ожидаемого срока службы для морской среды.
2707 образцов HDSS были предоставлены Школой металлургии Северо-Восточного университета (NEU), Шэньян, Китай.Элементный состав 2707 HDSS показан в таблице 1, которая была проанализирована Отделом анализа и испытаний материалов Северо-Восточного университета.Все образцы обрабатывали твердым раствором при 1180°С в течение 1 часа.Перед испытанием на коррозию сталь для монет 2707 HDSS с площадью открытой поверхности 1 см2 была отполирована до зернистости 2000 наждачной бумагой из карбида кремния, а затем дополнительно отполирована суспензией порошка Al2O3 размером 0,05 мкм.Боковины и дно защищены инертной краской.После сушки образцы промывали стерильной деионизированной водой и стерилизовали 75%-ным (по объему) этанолом в течение 0,5 часа.Затем их сушили на воздухе под ультрафиолетовым (УФ) светом в течение 0,5 часа перед использованием.
Морской штамм Pseudomonas aeruginosa MCCC 1A00099 был приобретен из коллекции морских культур Сямыня (MCCC), Китай.Жидкую среду Marine 2216E (Qingdao Hope Biotechnology Co., Ltd., Циндао, Китай) использовали для культивирования Pseudomonas aeruginosa в колбах емкостью 250 мл и электрохимических стеклянных кюветах емкостью 500 мл в аэробных условиях при 37°C.Среда содержит (г/л): 19,45 NaCl, 5,98 MgCl2, 3,24 Na2SO4, 1,8 CaCl2, 0,55 KCl, 0,16 Na2CO3, 0,08 KBr, 0,034 SrCl2, 0,08 SrBr2, 0,022 H3BO3, 0,004 NaSiO3, 0,008, 0,008 Na4F0H20PO.1,0 дрожжевого экстракта и 0,1 цитрата железа.Автоклав при 121 градусах Цельсия в течение 20 минут перед инокуляцией.Сидячие и планктонные клетки подсчитывали под световым микроскопом с использованием гемоцитометра при 400-кратном увеличении.Начальная концентрация планктонных клеток P. aeruginosa сразу после инокуляции составляла примерно 106 клеток/мл.
Электрохимические испытания проводились в классической трехэлектродной стеклянной ячейке средним объемом 500 мл.Лист платины и насыщенный каломельный электрод (НКЭ) подключались к реактору через капилляр Луггина, заполненный солевым мостиком, и служили противоэлектродом и электродом сравнения соответственно.Для создания рабочего электрода к каждому образцу прикрепляли обрезиненную медную проволоку и покрывали ее эпоксидной смолой, оставляя с одной стороны для рабочего электрода около 1 см2 площади поверхности.При электрохимических измерениях образцы помещали в среду 2216Е и поддерживали при постоянной температуре инкубации (37°С) на водяной бане.Данные OCP, LPR, EIS и потенциальной динамической поляризации измерялись с использованием потенциостата Autolab (Reference 600TM, Gamry Instruments, Inc., США).Тесты LPR записывались при скорости сканирования 0,125 мВ/с в диапазоне -5 и 5 мВ и Eocp с частотой дискретизации 1 Гц.ЭИС выполняли при установившемся режиме Eocp с использованием приложенного напряжения 5 мВ с синусоидой в диапазоне частот от 0,01 до 10 000 Гц.Перед разверткой потенциала электроды находились в режиме разомкнутой цепи до достижения стабильного потенциала свободной коррозии 42.С.Каждый тест повторяли трижды с Pseudomonas aeruginosa и без нее.
Образцы для металлографического анализа механически полировались влажной бумагой SiC с зернистостью 2000, а затем полировались суспензией порошка Al2O3 размером 0,05 мкм для оптического наблюдения.Металлографический анализ проводили с помощью оптического микроскопа.Образец был протравлен 10% раствором гидроксида калия43.
После инкубации промыть 3 раза фосфатно-солевым буфером (PBS) (рН 7,4 ± 0,2), а затем зафиксировать 2,5% (об./об.) глутаральдегидом в течение 10 часов, чтобы зафиксировать биопленку.Последующее обезвоживание этанолом в ступенчатой ​​серии (50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95% и 100% по объему) перед сушкой на воздухе.Наконец, на поверхность образца была напылена золотая пленка, чтобы обеспечить проводимость для наблюдения SEM44.СЭМ-изображения фокусируются на месте расположения наиболее устойчивых клеток P. aeruginosa на поверхности каждого образца.Анализ ЭДС проводился для обнаружения химических элементов.Для измерения глубины ямки использовали конфокальный лазерный сканирующий микроскоп Zeiss (CLSM) (LSM 710, Zeiss, Германия).Для обнаружения очагов коррозии под биопленкой тестируемый образец сначала очищали в соответствии с китайским национальным стандартом (CNS) GB/T4334.4-2000 для удаления продуктов коррозии и биопленки с поверхности тестируемого образца.
Рентгеновская фотоэлектронная спектроскопия (XPS, ESCALAB250 Surface Analysis System, Thermo VG, США) анализ с использованием монохроматического источника рентгеновского излучения (линия Al Kα с энергией 1500 эВ и мощностью 150 Вт) в широком диапазоне энергий связи 0 ниже стандартных условий –1350 эВ.Запишите спектры высокого разрешения, используя энергию прохода 50 эВ и размер шага 0,2 эВ.
Удалите инкубированный образец и осторожно промойте его PBS (pH 7,4 ± 0,2) в течение 15 с45.Чтобы наблюдать жизнеспособность бактерий в биопленке на образце, биопленку окрашивали с использованием набора LIVE/DEAD BacLight Bacterial Viability Kit (Invitrogen, Юджин, Орегон, США).Набор содержит два флуоресцентных красителя: зеленый флуоресцентный краситель SYTO-9 и красный флуоресцентный краситель йодид пропидия (PI).В CLSM флуоресцентные зеленые и красные точки представляют собой живые и мертвые клетки соответственно.Для окрашивания инкубируйте 1 мл смеси, содержащей 3 мкл SYTO-9 и 3 мкл раствора ПИ, при комнатной температуре (23°С) в темноте в течение 20 минут.После этого окрашенные образцы наблюдали на двух длинах волн (488 нм для живых клеток и 559 нм для мертвых клеток) с помощью аппарата Nikon CLSM (C2 Plus, Nikon, Япония).Измерьте толщину биопленки в режиме 3-D сканирования.
Как цитировать эту статью: Li, H. et al.Влияние морской биопленки Pseudomonas aeruginosa на микробную коррозию супердуплексной нержавеющей стали 2707.наука.Дом 6, 20190 г.;doi:10.1038/srep20190 (2016).
Занотто Ф., Грасси В., Бальбо А., Монтичелли К. и Зукки Ф. Коррозионное растрескивание дуплексной нержавеющей стали LDX 2101 под напряжением в растворах хлоридов в присутствии тиосульфата.коррозия.наука.80, 205–212 (2014).
Ким С.Т., Янг Ш.Х., Ли И.С. и Парк Ю.С. Влияние термообработки на раствор и азота в защитном газе на стойкость к точечной коррозии сварных швов супердуплексной нержавеющей стали.коррозия.наука.53, 1939–1947 (2011).
Ши Х., Авчи Р., Гейзер М. и Левандовски З. Химическое сравнительное исследование микробного и электрохимического питтинга в нержавеющей стали 316L.коррозия.наука.45, 2577–2595 (2003).
Луо Х., Донг К.Ф., Ли Х.Г. и Сяо К. Электрохимическое поведение дуплексной нержавеющей стали 2205 в щелочных растворах при различных значениях pH в присутствии хлорида.электрохимия.Журнал.64, 211–220 (2012).


Время публикации: 9 января 2023 г.